МЕТОДИЧЕСКИЕ АСПЕКТЫ ВЗЯТИЯ КРОВИ У РЕПТИЛИЙ

Р. Я. Гильмутдинов1, А. A. Никитина2

1ФГБОУ ВПО «Казанская государственная академия ветеринарной меreast-font-family: «Times New Roman»;mso-ansi-language:UK;mso-fareast-language:UK;mso-bidi-language: AR-SA’>

1978; и др.). Забор крови из сердца осуществляли у американского аллигатора (Alligator mississippiensis), кубинских (Crocodylus rhombifer), гребнистых (C. porosus) и австра — лийских узкорылых крокодилов (C. johnstoni).

У ящериц при кардиопункции операционные процедуры излишне длительны и

громоздки, что существенно при проведении исследований в полевых условиях. Кроме того, у варанов и игуан возможна тампонада сердца. Тем не менее, именно кардио — пункцией осуществляют забор крови у различных представителей семейств Agamidae, Cordylidae, Lacertidae и Varanidae.

Кардиопункция активно используется в экспериментах с сухопутными, пресно — водными и морскими черепахами. Необходимо отметить, что сердце черепах, в сравне — нии с другими пресмыкающимися, менее совершенно, и уже в нем имеет место некото — рое смешение оксигенированной и неоксигенированной крови, т. е. в итоге мы получа — ем смешанную кровь. Считается, что взятие 2–3 мл крови не приносит заметного вреда черепахам. Приемы кардиопункции у черепах отличает разнообразие. Так, Батра и др. (Batra et al., 1995) вводили в желудочек сердца иглу длиной 5 см 32 калибра через осно — вание левой передней конечности. Фрай (Frye, 1973) получал образцы крови через от — верстие размером около 2 мм, просверленное в пластроне над (под) сердцем, которое, после взятия крови, пломбировалось эпоксидной резиной.

Предложенную Тигелем (Tiegel, 1880) методику кардиопункции у змей позже ис — пользовали Олсон и др. (Olson et al., 1975), Сеймор и др. (Samour et al., 1984) и др. При этом змея лежит на брюхе, и расположение сердца определяется по биению – 25–30% расстояния от носа до анального отверстия.

Многие исследователи используют для получения крови у рептилий хвостовой

участок. Широко распространено взятие крови при отсечении или разрезе кончика хво — ста у черепах (Rosskopf, 1982), змей, мелких ящериц и крокодилов (Olson et al., 1975 и др.). Ампутация хвоста позволяет получить нужное для гематологических и биохими — ческих исследований количество крови, однако результаты при этом не совсем надеж — ны. Так, исказить получаемые результаты при данной процедуре может активация свертываемости крови. Кроме того, происходит контаминация образцов крови ткане — выми жидкостями и дебрисом.

Более адекватна пункция хвостовой (точнее, вентральной хвостовой) вены, распо — ложенной на вентральной стороне копчикового позвонка. Вследствие доступности она наиболее востребована из периферических сосудов, используемых при работе с репти — лиями. Таким способом осуществляли и рекомендуют осуществлять забор крови у змей (Alleman et al., 1999; Bush and Smeller, 1978), ящериц, крокодилов и кайманов (Заволо — ка, 1990; Hemmerling and Ambrosius, 1971; Gorzula et al., 1976; Samour et al., 1984; и др.), черепах (Powell et al., 1992). Количество крови обычно бывает достаточным для имму- нологических, гематологических и других исследований.

Применительно к змеям (а именно Pituophis melanoeucus catenifer и Elaphe obso-leta) рассмотренная методика, по мнению Буша и Смеллера (Bush and Smeller, 1978), относительно проста, непродолжительна и не требует анестезии. Между тем, нет еди — ного мнения о возможности кратного использования данной процедуры у змей. Иногда (Alleman et al., 1999) считают, что она позволяет осуществлять повторный забор крови, хотя зачастую искажает картину крови, тогда как Буш и Смеллер (Bush and Smeller,

1978) эту возможность отрицают в принципе. Малая насыщенность хвоста сосудами и их мельчайшие размеры ограничивают объем получаемой крови, образцы чаще гемоли — зируются. Кроме того, эта процедура, даже при соблюдении правил асептики, доста — точно часто вызывает локальное, иногда переходящее в септическое, воспаление. Мо — жет возникать проблема при работе с самцами змей из-за травматизации иглой гемипе — ниса (один из парных копулятивных органов у ящериц и змей). Обычно используют вентральную сторону хвоста примерно в 5 см сзади анального отверстия.

В опытах с крокодиловым кайманом игла вводится по средней линии между ка — кой-либо парой проксимальных рядов брюшных хвостовых чешуек. Метод позволяет получить 5 мл крови в течение 15–20 с, оптимален при изучении свертывающей систе — мы и сравнительных исследованиях, поскольку при этом освобождаются лишь незна — чительные количества тромбопластина (Gorzula et al., 1976).

У отдельных сухопутных видов черепах (Geochelone carbonaria и G. sulcata) наличие значительного пространства между пластроном и щитком особенно затрудняет взятие крови из-за сложностей, возникающих при вытаскивании хвоста и фиксации его для венопункции. Данная проблема обостряется при работе с самками, хвост которых короче, чем у самцов (Samour et al., 1984). У балканской черепахи (Testudo hermanni) хвостовая вена вообще не обнаруживается, и при дорзальной пункции хвоста исследо — ватель вводит иглу во внутрипозвоночный синус.

Для взятия крови у галапагосских (Chelonoidis elephantopus) и сейшельских (Megalochelys gigantea) гигантских черепах Рихтер и др. (Richter et al., 1977) использо — вали дорзальную латеральные копчиковые вены, проходящие соответственно по дор — зальной и дорзолатеральной сторонам копчикового позвонка. Иногда удавалось соби — рать до 3 мл крови у редкого вида крупных (до 45 кг массы) и агрессивных грифовых черепах (Macroclemys temminckii) пункцией иглой и шприцем в пространство между 4 и

5 отростками хвостовых позвонков (Powell et al., 1992).

Эсра и др. (Esra et al., 1975) получали кровь у зеленой игуаны (Iguana iguana), по — лосатого варана (Varanus salvator) и комодского дракона (Varanus komodoensis) из крупных артерии и вены на вентральной поверхности позвонков хвостового участка. Даже если проколы осуществлялись поблизости от искомых сосудов, до 10 мл крови можно было получить относительно легко, причем без тампонады сердца – частого спутника кардиопункции. Ни у варанов, ни у игуан послеоперационных осложнений не отмечалось. Сеймур и др. (Samour et al., 1984), изучив расположение поверхностных кровеносных сосудов у 38 видов из различных семейств, предлагают для взятия крови использовать у ящериц, змей и крокодилов хвостовую вену.

Для единовременного забора больших объемов крови (при получении сыворотки, плазмы, лейкоконцетрата и т. д.) применяют метод декапитации (отсечения головы). Таким образом, например, получали кровь для гематологических и биохимических ис-следований у змей и среднеазиатской черепахи (Testudo horsfieldii). Между тем вариан — ты, предполагающие убой животных с целью сбора крови, применительно к крупным рептилиям недопустимы из-за малочисленности, как правило, их популяций. Кроме то — го, при декапитации определенное влияние на гематологические показатели могут ока — зать жидкости респираторного и желудочно-кишечного трактов.

У черепах, особенно сухопутных видов, для пункции предпочтительна яремная вена, хотя сложность взаимодействия с животным часто затрудняет ее использование. Между тем пункция данной вены, которую можно осуществлять под визуальным кон — тролем, в отличие от других методик не вызывает загрязнения крови лимфой или тка — невой жидкостью, значительно изменяющего некоторые биохимические показатели.

Яремную вену использовали для взятия крови у галапагосских и сейшельских гигант-ских черепах. У ящериц и крокодилов пункцию ее осуществить невозможно.

Предлагается собирать кровь из орбитального синуса у ящериц, змей и черепах. При этом капиллярной трубкой прокалывается конъюктивальная мембрана между глазными яблоком и впадиной. Для кайманов этот участок неприемлем для сбора крови из-за наличия у них, как и у птиц, жестких мигательных перепонок. Для сбора крови у

черепах и змей используется также аорта. Кроме того, у черепах кровь получают из плечевой вены и вены лопатки; постоксипитального и копчикового синусов, кардио — центеза, подмышечного (axillary) синуса, лежащего поверхностно и медиально к легко пальпируемому большому сухожилию, подошвенной стороны (plantar aspect) бедра и

бедренного венозного сплетения, лежащего в глубине и каудолатерально к бедренной и большеберцовой костям, но невозможно осуществлять пункцию брюшной (abdominal ventral) и головной (cephalic) вен.

Предложенные Олсон и др. (Olson et al., 1975) пункции глазничной, сонной и се-далищной артерий в настоящее время не используются из-за малого количества полу — чаемой крови, недостаточного для гематологических исследований. Широко распро — странено взятие крови при отрезании пальцев конечностей (когтей) у представителей различных отрядов (за исключением, естественно, змей) рептилий, однако эта процеду — ра всегда связана с контаминацией образцов крови тканевыми жидкостями и дебрисом.

Известно наличие большого количества вен в ротовой полости змей. Олсон и др. (Olson et al., 1975) впервые использовали их (2 небные вены и 2 вены располагались на каждой стороне надгортанника и трахеи) для сбора крови у нескольких видов змей. В последующем этот метод модифицировали (Rosskopf et al., 1982) для забора крови у обыкновенного удава (Boa constrictor) и 3 видов питонов (Python reticulatus, P. regius и P. molurus). Они использовали 2 вены, расположенные на верхней части рта внутри ря — дов зубов, и 2 вены, располагавшиеся по обе стороны трахеи. При этом, однако, были получены очень незначительные количества крови, достаточные только для микроге- матологического анализа.

Соколина и соавторы (1997) также рекомендуют брать кровь у рептилий, в частно — сти змей, из поверхностно лежащих сосудов, например расположенной в полости рта верхнечелюстной вены. Данная техника позволяет осуществлять забор крови многократ — но, с интервалом между процедурами 10–14 сут., и разовый объем получаемой при этом пробы составляет от 0,2 до 2,5 мл, т. е. 37% всей циркулирующей крови. Однако, широко используемая для пункции у змей небная (palatine) вена у других рептилий недоступна.

Иногда кровь у змей собирают под анестезией, делая надрез размером 3 см сзади сердца на полой вене (v. cava). Достоинством данной методики является возможность повторения процедуры и получения большого количества (обычно от 0,5 до 1,5 мл, а от крупных змей – и больше) как венозной, так и артериальной крови, что может быть ис — пользовано в сравнительных опытах. К недостаткам следует отнести необходимость анестезии и хирургического вмешательства – процедура более продолжительная, неже — ли общепринятые.

По мнению Маклиин и соавторами (McLean et al., 1973) для полевых условий по — лучение крови канюлированием, связанное с проведением операционных процедур, за — частую излишне длrun:yes’> изменяющего некоторые биохимические показатели.

Яремную вену использовали для взятия крови у галапагосских и сейшельских гигант-ских черепах. У ящериц и крокодилов пункцию ее осуществить невозможно.

Предлагается собирать кровь из орбитального синуса у ящериц, змей и черепах. При этом капиллярной трубкой прокалывается конъюктивальная мембрана между глазными яблоком и впадиной. Для кайманов этот участок неприемлем для сбора крови из-за наличия у них, как и у птиц, жестких мигательных перепонок. Для сбора крови у

черепах и змей используется также аорта. Кроме того, у черепах кровь получают из плечевой вены и вены лопатки; постоксипитального и копчикового синусов, кардио — центеза, подмышечного (axillary) синуса, лежащего поверхностно и медиально к легко пальпируемому большому сухожилию, подошвенной стороны (plantar aspect) бедра и

бедренного венозного сплетения, лежащего в глубине и каудолатерально к бедренной и большеберцовой костям, но невозможно осуществлять пункцию брюшной (abdominal ventral) и головной (cephalic) вен.

Предложенные Олсон и др. (Olson et al., 1975) пункции глазничной, сонной и се-далищной артерий в настоящее время не используются из-за малого количества полу — чаемой крови, недостаточного для гематологических исследований. Широко распро — странено взятие крови при отрезании пальцев конечностей (когтей) у представителей различных отрядов (за исключением, естественно, змей) рептилий, однако эта процеду — ра всегда связана с контаминацией образцов крови тканевыми жидкостями и дебрисом.

Известно наличие большого количества вен в ротовой полости змей. Олсон и др. (Olson et al., 1975) впервые использовали их (2 небные вены и 2 вены располагались на каждой стороне надгортанника и трахеи) для сбора крови у нескольких видов змей. В последующем этот метод модифицировали (Rosskopf et al., 1982) для забора крови у обыкновенного удава (Boa constrictor) и 3 видов питонов (Python reticulatus, P. regius и P. molurus). Они использовали 2 вены, расположенные на верхней части рта внутри ря — дов зубов, и 2 вены, располагавшиеся по обе стороны трахеи. При этом, однако, были получены очень незначительные количества крови, достаточные только для микроге- матологического анализа.

Соколина и соавторы (1997) также рекомендуют брать кровь у рептилий, в частно — сти змей, из поверхностно лежащих сосудов, например расположенной в полости рта верхнечелюстной вены. Данная техника позволяет осуществлять забор крови многократ — но, с интервалом между процедурами 10–14 сут., и разовый объем получаемой при этом пробы составляет от 0,2 до 2,5 мл, т. е. 37% всей циркулирующей крови. Однако, широко используемая для пункции у змей небная (palatine) вена у других рептилий недоступна.

Иногда кровь у змей собирают под анестезией, делая надрез размером 3 см сзади сердца на полой вене (v. cava). Достоинством данной методики является возможность повторения процедуры и получения большого количества (обычно от 0,5 до 1,5 мл, а от крупных змей – и больше) как венозной, так и артериальной крови, что может быть ис — пользовано в сравнительных опытах. К недостаткам следует отнести необходимость анестезии и хирургического вмешательства – процедура более продолжительная, неже — ли общепринятые.

По мнению Маклиин и соавторами (McLean et al., 1973) для полевых условий по — лучение крови канюлированием, связанное с проведением операционных процедур, за — частую излишне длительно и громоздко. Тем не менее катетеризацию осуществляли Хоппинг (Hopping, 1923) для взятия крови у аллигатора; Якобсон и Ходге (Jacobson and Hodge, 1980) – для ежедневного забора крови у водяных змей.

У мелких крокодилов для сбора крови используют также дорзальный позвоноч — ный синус, однако при этом высока вероятность случайного попадания в субарахнои — дальное пространство. Гэбэл и Сперле (Goebel and Spoerle, 1991) предлагают брать кровь у балканской черепахи из внутрипозвоночного синуса.

Ланц (Lance: цит. по Samour et al., 1984) брал кровь у американского аллигатора из височной вены, расположенной под аналогичной мышцей на дорзолатеральной сто — роне головы. Пух (Pough, 1977) для забора крови у мелких ящериц (всего 51 вид) ис — пользовал разрез каротидных артерий.

Список литературы

1. Гильмутдинов Р. Я., Ильязов Р. Г., Иванов А. В. Сравнительная гематология жи-вотных. Казань: Фэн, 2005. 287 с.

2. Заволока А. А. Методические рекомендации по проведению гематологических исследований у экзотических животных. Харьков, 1990. 54 с.

3. Коржуев П. А., Круглова Г. В., Свиридова А. Н. Некоторые эколого-физиоло-гические особенности рептилий // Зоол. журн., 1957. Т. 36. Вып. 2. С. 246–259.

4. Соколина Ф. М. и др. Гематология пресмыкающихс. Метод. пособие. Казань,

1997. 31с.

5. Alleman A., Jacobson E., Raskin R. Morphologic, cytochemical staining, and ultra- structural characteristics of blood cells from eastern diamondback rattlesnakes (Crotalus ad — amanteus) // Amer. J. Vet. Res., 1999. V. 60. № . 4. С. 507.

6. Batra R., Prakash S. Simplified field technique forjdtaining blood from freshwater turtles // Asiat. Herpetol. Res., 1995. № 6. P.28–29.

7. Blaxhall P., Daisley K. Routine haematological methods for use with fish blood // J. Fish Biol., 1973, V.5. № 6. P. 771–781.

8. Bush R., Smeller J. Blood Collection & Amp Injection Techniques in Snakes // Vet — erinary Medicine Small Animal Clinician, 1978. V. 73. № 2. P. 211–214.

9. Carmena-Suero A. et al. Blood volume and hematological values of crocodile (Crocodylus rhombifer Cuvier) // Comp. Biochem. and Physiol. Part A: Physiology, 1979. V. 64. № 4. P.597–600.

10. Esra G., Benirschke K., Griner L. A. Blood collecting technique in lizards [Veteri — nary medical techniques] // J. Amer. Vet. Med. Assoc., 1975. V. 167. № 7. P. 555–556.

11. Gorzula S., Arocha-Pinango C., Salazar C. A method of obtaining blood by veni — puncture from large reptiles // Copeia, 1976. Т. 1976. № . 4. С. 838–839.

12. Hemmerling J., Ambrosius H. Technic of blood specimen collection in reptiles:

Ophisaurus apodus (Pallas) // Zeitschrift für Versuchstierkunde, 1971. V. 13. № 5. P. 263.

13. MacLean G., Lee A., Wilson K. A simple method of obtaining blood from lizards // Copeia, 1973. V. 1973. № . 2. P. 338–339.

14. Olson G. et al. Techniques for Blood Collection and Intravascular Infusion of Rep — tiles // Lab. Anim. Sci.,1975. V. 25. P. 783–786.

15. Pough F. The relationship of blood oxygen affinity to body size in lizards // Comp. Biochem. and Physiol. Part A: Physiology, 1977. V. 57. № 4. P. 435–441.

16. Powell S., Knesel J. Blood collection from Macroclemys temmincki // Herp. Rev.,1992. V.23. P. 19.

17. Richter A. et al. Techniques for collecting blood from Galapagos tortoises and box turtles // Vet. Med. Small Animal Clin., 1977. V. 72. № 8. P.1376–1378.

18. Rosskopf Jr. W. Normal hemogram and blood chemistry values for California desert tortoises // Veterinary medicine, small animal clinician, 1982. V. 77. № . 1. P. 85–87.

19. Rosskopf Jr. W., Woerpel R., Fudge A. A practical method of performing venipunc — ture in snakes // Vet. Med. Small Animal Clinician, 1982. V. 77. P. 820–823.

20. Samour H. et al. Blood sampling techniques in reptiles // Vet. Rec., 1984. V.114.

№ 19. P.472–476.

21. Wallach J. Medical care of reptiles // J. Amer. Vet. Med. Assoc., 1969. V. 155.

№ 7. P. 1017.

Материал взят из: Современная герпетология: проблемы и пути их решения — Первая международная молодежная конференция герпетологов России и сопредельных стран Санкт-Петербург, Россия 25–27 ноября 2013 г.